感染懸浮細胞是使桿病毒系統生產蛋白的普遍方法。懸浮培養的細胞很容易從10ml擴大到100L。一般來說，懸浮的細胞在無血清的培養液中培養。這種培養液許多公司有售，比如Life Technologies、Hyclone、Biowhitaker、JRH Biosciences、Expression Systems等，用起來都不錯，盡管由于細胞株和目的蛋白的不同，效果有所差異。

最好是將目的蛋白和細胞株用不同的培養液做一個表達試驗，選出表達效果最好的一種培養液。在進行這個表達試驗之前要先使你的細胞株分別適應不同的培養液，否則試驗結果不具有代表性。

注意：為了優化表達，你必須了解你的細胞的生長參數；為了方便新手，我將列出一些生長參數通常的值。我最喜歡的Sf9細胞株可以最低以2×105細胞/ml的濃度分裝，并且恢復幾乎沒有滯后期。在對數期，20個小時細胞數目就可以翻倍，濃度最高可以達到5×106細胞/ml。下面的實驗步驟將以上面列出的生長參數為前提。如果你的細胞株生長參數有所不同，你需要對實驗步驟做出合適的調整。

低MOI感染簡介

低MOI（Multiplicity Of Infection，等于用于感染的病毒數目與細胞數目的比值）感染是擴增病毒的最好方法。這有兩個原因。一方面，低MOI感染是最快也是最簡單的擴增病毒數量的方法；另外，低MOI感染是保存病毒基因的完整性、防止DIP（Defective Interfering Particles，即只包裝入部分基因組的病毒顆粒）生成的最好方法。

還可以用低MOI感染的方法生產蛋白，但是難以控制，并且不適于提高蛋白產量。然而病毒需要量少的確是該法的一個優點，對于大規模的生產這個優點極為有利，只要它們可以可靠的復制，這因不同的重組病毒而異。對于小規模的蛋白生產，我更喜歡用高MOI感染。

一般而言，低MOI感染的方法就是先用病毒感染少量細胞，這些被感染的細胞復制出足夠的病毒，去感染培養物中剩余的尚未被感染的細胞，而這第二批被感染的細胞就是病毒或者蛋白的主要生產者。

重要的是培養液的量要滿足細胞生長的需要，否則將沒有足夠的營養使細胞生產病毒或者蛋白。另一方面，病毒也不可以太多，以免在細胞增殖到合適密度并用掉所有營養資源之前就被殺死。最理想的是，先確定在沒有病毒感染時，細胞保持正常狀態所能達到的最大密度，那么如果病毒的量能夠使細胞在達到該密度的1/3~2/3時停止擴增是最理想的。我通常是使用該密度的1/2。

采用這個方法需要使用足夠的病毒感染細胞，在24~48小時內使細胞停止增長、所有的細胞都被感染。因此，以生長停止作為完全感染的標志，培養物在達到完全感染后可以繼續生長大約48小時。如果以生產蛋白為目的，這個過程可能需要更長。

步驟：

將細胞以2~4×105細胞/ml的密度分裝到搖瓶中，達到搖瓶體積的20~40%。在27±2℃培養，轉速為100~130rpm。

第0天

培養細胞至密度達到4~8×105細胞/ml，即已經進入對數期生長，但是仍處于低濃度。

然后加入少量病毒，病毒量依賴于滴度，但是最好使MOI值介于0.1~0.5。比如，如果你的細胞濃度為6×105細胞/ml，而病毒滴度為3×107pfu/ml，那么要使MOI介于0.1~0.5，所加的病毒的體積應該是細胞體積的0.2~1%。

將搖瓶放回27℃搖床，培養24小時。

感染后第1天

計數細胞，估計細胞大小。如果病毒的實際滴度比估計的高，即MOI值高于0.5，你將看到明顯的細胞停止生長和腫脹的跡象；反之，如果MOI值接近0.3或者更低，你將看到細胞幾乎沒有受到病毒影響，它們的數目擴增到接近1.2×106細胞/ml，并且看起來健康。這個時候，被感染的細胞應該正在釋放病毒至培養液中，去感染其它細胞。

感染后第2天

再次計數細胞并且估計細胞的大小。此時大多數細胞應該已經被感染。細胞的數目應該遠遠低于2.4×106細胞/ml（這是在沒有病毒感染的情況下細胞正常生長應該達到的密度），并且明顯膨脹。

如果細胞的數目在感染后第0天和第1天之間沒有增長，可能是所有的細胞都被同時感染所致，在感染后第二天就可以收獲了。如果不是這種情況，將搖瓶放回27℃搖床，培養24小時。

感染后第3天

再次計數細胞，估計細胞大小。如果實驗進展與預料一致，此時的細胞數目與第2天比應該沒有增長。

如果細胞數目在感染后第1天和第2天之間就已經停止增長，這說明所有的細胞在感染后第1天就已經被全部感染，此時可以收獲細胞，因為感染時間已經達到48小時，這是一般的情況。

如果細胞數目在感染后第1天和第2天之間仍然有一定增長，并且此時尚未達到平臺期，將搖瓶放回27℃搖床，培養24小時。

感染后第4天

再次計數細胞，估計細胞大小。此時最好所有的細胞都被徹底感染、膨脹、生長停止，否則說明用于感染的病毒的量不夠，不能在細胞生長達到平臺期前使其停止。此時應該收獲培養物，離心分離細胞，將培養液避光保存于4℃，或者凍存于-70℃。

通常最好將細胞沉淀凍存。我喜歡的方法是將細胞重懸于小量（比如1/4體積）的PBS或者TBS（含有濃度為通常5倍的蛋白酶抑制劑）中，充分重懸后直接用微量移液器加入充滿液氮的干凈Dewar瓶中。滴下的重懸物遇到液氮迅速凍結形成小球，這些小球可以被分裝到50ml圓錐管中，凍存于Revco冰箱中。當需要從細胞中純化蛋白時，只需將這些小球逐個加入到3~5倍體積室溫下不斷攪拌的裂解緩沖液中，它們將很快融化，使緩沖液降至接近0℃。這些小球還可以用鑷子方便的轉移到eppendorf管中作小量實驗。