1. 怎樣郵寄我的樣品？
凍干的膠或干粉可以直接郵寄。切膠后的濕膠（不用做任何處理），放在 EP 管中 ( 不加任何緩沖液 ) ；用干冰速凍；郵寄時，置樣品于足夠的干冰中。液體樣品的郵寄方式同濕膠一樣。

2. 為什么要使用內標？
用內標做校準可以大大減少 MALDI-MS 的誤差（ <70ppm ），從而提高查庫結果和可靠性。好的內標肽段需要有以下的要求：最好有兩個肽（兩點一線）；質量不要在大多數的肽段范圍內（ 1200 ～ 2500 Da ）；內標的量要與樣品的量成比例；內標對其他肽段離子化的抑止要小。我們實驗室使用的內標是 25fmol 的——和——。不過，一般情況下，使用外標做校準也可以達到比較滿意的數據（ <150ppm ）。所以，顧客可以根據自己的需要來選擇是否使用內標。

3. 我為什么還要提供正負空白膠正對照提供 (exact) 對照兩塊膠？
正負對照的兩塊膠是用來對整個鑒定過程做質量控制的。負對照（空白膠）主要是看樣品是否有污染（比如角蛋白的污染）；正對照（已知膠，比如同一塊膠上的標準蛋白）主要是檢測酶解和質譜的效果是否正常。如果客戶不能提供正負對照，我們可以使用自己預先準備的膠條。如果顧客的樣品量大（ >10 個 2D 膠上的點），則顧客必須提供正負對照。

4. 對于膠上蛋白質的鑒定，我應該提供多少蛋白質？
一般情況下，考染能看得見的點都有機會鑒定出來。分子量在 2 － 5 萬之間的蛋白質，鑒定成功率一般比較大。分子量小的蛋白酶切位點少，合適的肽段（ 1000 ～ 3000 Da ）就少，所以鑒定的成功率相對較低。而分子量太大的蛋白質，在同等質量的情況下，蛋白的摩爾數 (pmol) 較少；而且查庫時匹配肽段的覆蓋率會比較低（因為整個蛋白質較大），從而影響鑒定的成功率。

5. 為什么我的 MALDI 圖譜中都是相差 44Da 的峰，肽段的峰則全被抑制了？
相差 44Da 的峰可能是 Triton X 峰 ，也可能是 polymer （ -CH2CHOH- ）峰。這些 polymer 是從 EP 管的內壁瀝濾（ leaching ）出來的。所以 樣品中不能含有 Triton X 。 另外實驗中不能使用加有可塑劑（ plasticizer ）或塑料軟化劑的離心管（比如 PCR 管）來裝取樣品。最好是使用進口 EP 管。另外，可以用 60 ％的乙腈 /0.1%TFA 去清洗 EP 管的內壁以防瀝濾。清洗后，要等到殘留液都揮發（ air dry or speed vac ）后再裝樣品。 此過程中要注意不讓雜質灰塵落入管內。 另外，試驗操作過程中所佩戴的塑膠手套也可能有可塑劑。所以一定要佩戴無塵的手套。每次用手打開或觸摸盛有樣品的 EP 管時，一定注意不要碰到 EP 管蓋的內壁。開蓋時，可以使用 Eppendorf 槍上的金屬拉桿（動作如開啤酒瓶蓋兒）。從凍干機中取出 EP 管時，最好拿在蓋子和管子的連接部分或蓋子的突出部分。膠的染色和脫色中，盡量不要觸摸膠（即便是帶了手套）。可以用廚房用的鏟子（帶鏤空的那種，超市里有賣）來操作。

6 ．各種去垢劑對 MALDI 有何影響？
離子型去垢劑對 MALDI 的影響要比非離子型去垢劑大。去垢劑濃度越高，影響越大。
在濃度為 1.0% (w/v) 時 : 除了一些糖類的非離子型去垢劑，大部分去垢劑會把蛋白質的信號減低 10 倍。
At 0.01% detergent concentration (w/v): 只有 SDS 和牛磺膽酸影響信號。但它們會使信號減低超過 20 倍。
在濃度為 0.1% (w/v) 時 : 不同的去垢劑對信號的影響差別比較大。具體效果見下 表。信號指有去垢劑時的信號和無去垢劑時的信號之比。

參考文獻： Vorm, Ole, Brian T. Chait and Peter Roepstorff, Mass Spectrometry of Protein Samples Containing Detergents , 41th ASMS Conference Proceedings, (1994) 621a-621b.

7 ． 為什么我的 MALDI 圖譜中都是相差 111Da 的峰？
有可能樣品在超慮時接觸了聚砜樹脂（ polysulfone ）的膜。 Polysulfone 有四個峰。各個系列的峰之間相差 111Da 。

8. 怎樣避免角蛋白的污染？
常見的角蛋白有四種，主要是從皮膚屑（直接接觸）和頭皮屑（空氣傳播）中來的。質譜中 檢測到的角蛋白峰應該是在酶解前就進入樣品中來的（主要是在染膠，脫色，切膠和加酶這四步）。試驗中一定要佩戴手套；一定要仔細清洗染膠的容器（先用 70 ％酒精洗，再用去離子水洗）；切膠要帶口罩，并在通風櫥中進行。另外，從來源于實驗操作人員穿著的毛衣中的羊的角蛋白也被檢測到過，所以試驗中要穿試驗服。

9 ． MALDI 檢測時，有那些常見的角蛋白峰？
質譜中常見的角蛋白峰有：
1319.575, 1349.679, 1474.741, 1474.777, 1656.785, 1706.742, 1715.843, 1739.697, 1790.719, 1838.984, 1889.849, 1992.969, 2090.874, 2285.116, 2382.943, 2399.203, 2500.059, 2509.123, 2650.381, 2704.152, 2830.185, 3222.272, 3223.368, 3311.299

其中最常見，強度又高的有 ( 按強度排列 ) ：
1. 2382.9
2. 1706.7
3. 2704.1
4. 3311.3

這些數據是從多次實驗中總結得來的，實驗條件不同，可能會得到不同的結果。

10. 單一同位素肽段質量（monoisotopic peptide mass）和平均同位素肽段質量（average peptide mass）有什么不同？
組成蛋白質的原子在自然界中存在著不同比例的同位素（見下表）。所以含有這些同位素原子的肽段的質量比不含任何同位素的肽段的質量要大。不含任何同位素的肽段的質量叫單一同位素肽段質量；同一種肽段所有的同位素形式（包括含同位素的，也包括不含同位素的）的質量的平均數叫平均同位素肽段質量。

11. 怎樣在質譜的圖譜上確定單一同位素峰和平均同位素峰?
在分辨率低的質譜圖譜上，所顯示的峰一般是平均同位素峰。但目前常用的質譜方法（比如 MALDI-TOF ）分辨率一般都很高，一般的小分子（比如肽段）常含有 4 到 5 個同位素峰，其中分子量最小的那個就是單一同位素峰。但是，當用質譜檢測大分子（比如完整蛋白質）時，同位素峰的數目很多，難以在圖譜上區分。在這種情況下，使用平均同位素質量會比較更有意義。

12. 同位素峰之間一定是相差 1 Da 嗎？
同位素肽段的質量（ m ）一般是相差 1 Da ，但因為質譜檢測到的峰是肽段的質荷比（ m/z ），而不是質量本身，所以在肽段帶有多個電荷的情況下，其質荷比相差要小于 1 。如果檢測到的肽段帶一個電荷，那同位素峰之間是相差 1 ；如果檢測到的肽段帶兩個電荷，那同位素峰之間便相差 0.5 ；如果檢測到的肽段帶三個電荷，那同位素峰之間便差 0.33 ；以此類推。所以從同位素峰之間的間距，可以推斷出肽段的帶電情況（ z ），從而推斷出肽段的單一同位素質量 [(m/z)*z] 。

13. 哪種離子化方式產生的肽段易帶多個電荷？
在蛋白質組學所涉及的質譜技術中，常見的離子化方式有 MALDI 和 ESI 。目前，對這兩種方法的原理和離子化的具體細節還沒有一個公認的闡述。但經驗表明， MALDI 所產生的離子化肽段只帶一個電荷（正離子方式）。而 ESI 所產生的離子化肽段往往帶有多個電荷。

14. 單一同位素峰一定是最高的峰嗎？
單一同位素峰一定是一組峰里面質荷比最低的，但不一定是最高的。當肽段的分子量較小時，其所含的原子總數也少，所以整個肽段含有同位素原子的幾率也比較小。這時，單一同位素峰往往是最高的峰。當肽段的分子量增大時，其帶有同位素原子的幾率也隨之增大。在這種情況下，＋ 1 Da ，甚至＋ 2 Da 的同位素峰有可能成為最高峰。統計表明，當肽段的分子量超過 2500 Da 時，最高峰往往不是單一同位素峰。

15. 單一同位素峰的鑒定有什么意義？
單一同位素峰的鑒定對后續的查庫工作有重要意義。質譜法鑒定蛋白質一般是把得到的質核比數據和數據庫里的數據比對。所以，如果所采集的數據里混有不是單一同位素峰的質量，那么就有可能在查庫時找不到目標蛋白質，或是找到其他的蛋白質，從而嚴重影響比對的效率和真實性。

16 ．氨基酸有那些常見的修飾？各種修飾對分子量的改變是多少？
氨基酸常見的修飾。氨基酸所有的修飾.